Це дослідження демонструє, що ризосферний симбіотичний гриб *Kosakonia oryziphila* NP19, виділений з коренів рису, є перспективним біопестицидом, що стимулює ріст рослин, та біопестицидом для боротьби з пирійністю рису, спричиненою *Pyricularia oryzae*. Експерименти in vitro були проведені на свіжому листі розсади жасминового рису сорту Khao Dawk Mali 105 (KDML105). Результати показали, що NP19 ефективно пригнічував проростання конідій *Pyricularia oryzae*. Інфекцію *Pyricularia oryzae* пригнічували за трьох різних умов обробки: по-перше, рис колонізували NP19 та інокулювали конідіями *Pyricularia oryzae*; по-друге, на листя наносили суміш NP19 та конідій *Pyricularia oryzae*;
Ризосферна бактерія *Kosakonia oryziphila* NP1914було виділено з коренів рису (*Oryza sativa* L. cv. RD6). *Kosakonia oryziphila* NP19 має властивості, що стимулюють ріст рослин, включаючи фіксацію азоту, виробництво індолуксусної кислоти (IAA) та солюбілізацію фосфатів. Цікаво, що *Kosakonia oryziphila* NP19 продукує хітиназу14.Застосування *Kosakonia oryziphila* NP19 до насіння рису KDML105 покращило виживання рису після зараження шкірною хворобою рису. Метою цього дослідження є (i) з'ясувати інгібуючий механізм *Kosakonia oryziphila* NP19 проти шкірної хвороби рису та (ii) дослідити вплив *Kosakonia oryziphila* NP19 на контроль шкірної хвороби рису.
Поживні речовини відіграють вирішальну роль у рості та розвитку рослин, слугуючи факторами, що контролюють різні мікробні захворювання. Мінеральне живлення рослини визначає її стійкість до хвороб, морфологічні або тканинні характеристики, а також вірулентність, або здатність виживати проти патогенів. Фосфор може уповільнити розвиток та зменшити тяжкість рисової пихтії, збільшуючи синтез фенольних сполук. Калій загалом знижує частоту виникнення багатьох хвороб рису, таких як рисова пихтія, бактеріальна плямистість листя, плямистість листових піхв, стеблова гниль та плямистість листя. Дослідження Перрену показало, що добрива з високим вмістом калію також можуть зменшити частоту грибкових захворювань рису та збільшити врожайність. Численні дослідження показали, що сірчані добрива можуть покращити стійкість культур до грибкових патогенів.27Надлишок магнію (компонента хлорофілу) може призвести до вибухання рису.21Цинк може безпосередньо знищувати патогени, тим самим зменшуючи тяжкість захворювання.22Польові випробування показали, що хоча концентрація фосфору, калію, сірки та цинку в ґрунті поля була вищою, ніж у горщиковому експерименті, рисова пихтія все ж поширювалася через листя рису. Поживні речовини ґрунту можуть бути не дуже ефективними в боротьбі з рисовою пихтією, оскільки відносна вологість і температура є несприятливими для сильного зараження патогенами.
У польових випробуваннях у всіх обробках були виявлені Stenotrophomonas maltophilia, P. dispersa, Xanthomonas sacchari, Burkholderia multivorans, Burkholderia diffusa, Burkholderia vietnamiensis та C. gleum. Stenotrophomonas maltophilia була виділена з ризосфери пшениці, вівса, огірка, кукурудзи та картоплі та продемонструвала біоконтроль.активністьпроти Colletotrichum nymphaeae.28 Крім того, повідомлялося, що P. dispersa ефективний проти чорногогнильсолодка картопля.29 Крім того, штам R1 Xanthomonas sacchari продемонстрував антагоністичну активність проти пирій рису та гнилі волоті, спричинених Burkholderiaглухий кут.30Burkholderia oryzae NP19 може встановлювати симбіотичні стосунки з тканинами рису під час проростання та ставати ендемічним симбіотичним грибом для деяких сортів рису. У той час як інші ґрунтові бактерії можуть колонізувати рис після пересадки, пирій NP19, після колонізації, впливає на численні фактори захисного механізму рису проти цієї хвороби. NP19 не тільки пригнічує ріст P. oryzae більш ніж на 50% (див. Додаткову таблицю S1 в онлайн-додатку), але також зменшує кількість уражень, спричинених пирій, на листках та збільшує врожайність рису, інокульованого або колонізованого NP19 (RBf, RFf-B та RBFf-B) у польових випробуваннях (Рисунок S3).
Грибок Pyricularia oryzae, який викликає пирій рослин, є гемітрофним грибом, якому потрібні поживні речовини від рослини-господаря під час зараження. Рослини виробляють активні форми кисню (АФК) для придушення грибкової інфекції; однак Pyricularia oryzae використовує різноманітні стратегії для протидії АФК, що виробляються рослиною-господарем.31Пероксидази, ймовірно, відіграють певну роль у стійкості до патогенів, включаючи зшивання білків клітинної стінки, потовщення стінок ксилеми, продукцію активних форм кисню (ROS) та нейтралізацію перекису водню.32Антиоксидантні ферменти можуть служити специфічною системою поглинання активних форм кисню (ROS). Завдяки своїм антиоксидантним властивостям супероксиддисмутаза (СОД) та пероксидаза (ПОД) допомагають ініціювати захисні реакції, причому СОД є першою лінією захисту.33У рисі активність рослинної пероксидази індукується після інфікування рослинними патогенами, такими як *Pyricularia oryzae* та *Xanthomonas oryzae pv. Oryzae*.32У цьому дослідженні активність пероксидази збільшилася у рисі, колонізованому та/або інокульованому *Magnaporthe oryzae* NP19; однак *Magnaporthe oryzae* не впливав на активність пероксидази. Супероксиддисмутаза (СОД), як і H₂O₂ синтаза, каталізує відновлення O₂⁻ до H₂O₂. СОД відіграє вирішальну роль у стійкості рослин до різних стресів, балансуючи концентрацію H₂O₂ всередині рослини, тим самим підвищуючи стійкість рослин до різних стресів³⁴. У цьому дослідженні, в горщиковому експерименті, через 30 днів після інокуляції *Magnaporthe oryzae* (30 днів після інокуляції), активність СОД у групах RF та RBF була на 121,9% та 104,5% вищою, ніж у групі R відповідно, що вказує на реакцію СОД на інфекцію *Magnaporthe oryzae*. Як у горщикових, так і в польових експериментах активність SOD у рисі *Magnaporthe oryzae*, інокульованому NP19, була на 67,7% та 28,8% вищою, ніж у неінокульованому рисі через 30 днів після інокуляції відповідно. Біохімічні реакції рослин залежать від навколишнього середовища, джерела стресу та типу рослини³⁵. Активність антиоксидантних ферментів рослин безпосередньо залежить від факторів навколишнього середовища, які, у свою чергу, впливають на активність антиоксидантних ферментів рослин, змінюючи рослинну мікробну спільноту.
Грибок, що спричиняє хворобу рисової пирій (Kosakonia oryziphila NP19, номер доступу NCBI PP861312), використаний у цьому дослідженні, був штамом13виділено з коренів рису сорту RD6 у провінції Накхонпханом, Таїланд (16° 59′ 42.9″ пн. ш. 104° 22′ 17.9″ сх. д.). Цей штам культивували в поживному бульйоні (NB) при 30°C та 150 об/хв протягом 18 годин. Для розрахунку концентрації бактерій вимірювали поглинання бактеріальної суспензії при 600 нм. Концентрацію бактеріальної суспензії доводили до10⁶КУО/мл зі стерильною деіонізованою водою (dH₂O). Грибок рисової пирій (Pyricularia oryzae) точково інокулювали на картопляно-декстрозний агар (PDA) та інкубували при температурі 25°C протягом 7 днів. Грибковий міцелій переносили на агарове середовище з рисовими висівками (2% (мас./об.) рисових висівок, 0,5% (мас./об.) сахарози та 2% (мас./об.) агару, розчиненого в деіонізованій воді, pH 7) та інкубували при 25°C протягом 7 днів. Стерилізований листок сприйнятливого сорту рису (KDML105) поміщали на міцелій для індукції конідій та інкубували при 25°C протягом 5 днів під комбінованим ультрафіолетовим та білим світлом. Конідії збирали, обережно протираючи міцелій та поверхню інфікованого листка 10 мл стерилізованого 0,025% (об./об.) розчину Tween 20. Грибковий розчин фільтрували через вісім шарів марлі для видалення міцелію, агару та листя рису. Концентрацію конідій у суспензії довели до 5 × 10⁵ конідій/мл для подальшого аналізу.
Свіжі культури клітин Kosakonia oryziphila NP19 готували шляхом культивування в середовищі NB при 37 °C протягом 24 годин. Після центрифугування (3047 × g, 10 хв) клітинний осад збирали, двічі промивали 10 мМ фосфатно-буферним фізіологічним розчином (PBS, pH 7,2) та ресуспендували в тому ж буфері. Оптичну густину клітинної суспензії вимірювали при 600 нм, отримуючи значення приблизно 1,0 (еквівалентно 1,0 × 10⁷ КУО/мкл, визначеному шляхом висіву на чашки з поживним агаром). Конідії P. oryzae отримували шляхом суспендування їх у розчині PBS та підрахунку за допомогою гемоцитометра. Суспензії *K. oryziphila* NP19 та *P. Для експериментів з мазками листя конідії K. oryziphila* готували на свіжому листі рису в концентраціях 1,0 × 10⁷ КУО/мкл та 5,0 × 10² конідій/мкл відповідно. Метод підготовки зразків рису був наступним: листя довжиною 5 см з проростків рису зрізали та поміщали в чашки Петрі, вистелені зволоженим абсорбуючим папером. Було сформовано п'ять груп обробки: (i) R: листя рису без бактеріальної інокуляції як контроль, з додаванням 0,025% (об./об.) розчину Tween 20; (ii) RB + F: рис, інокульований K. oryziphila NP19, з додаванням 2 мкл суспензії конідій грибка, що викликає пихтію рису; (iii) R + BF: рис у групі R, з додаванням 4 мкл суміші суспензії конідій пилгрівця та K. oryziphila NP19 (співвідношення об'ємів 1:1); (iv) R + F: Рис у групі R, доповнений 2 мкл суспензії конідій бластних грибів; (v) RF + B: Рис у групі R, доповнений 2 мкл суспензії конідій бластних грибів, інкубували протягом 30 годин, а потім у те саме місце додавали 2 мкл K. oryziphila NP19. Всі чашки Петрі інкубували при 25°C у темряві протягом 30 годин, а потім поміщали під постійне світло. Кожну групу формували у трьох повторностях. Після 72 годин культивування тканини рослин спостерігали та аналізували за допомогою скануючої електронної мікроскопії (СЕМ). Коротко кажучи, тканини рослин фіксували у фосфатному буфері, що містив 2,5% (об./об.) глутаральдегіду, та зневоднювали за допомогою серії розчинів етанолу. Після сушіння вуглекислим газом у критичній точці зразки покривали золотом розпиленням та, нарешті, досліджували за допомогою скануючого електронного мікроскопа.15
Час публікації: 15 грудня 2025 р.